在探究分子机理的过程中传统生物化学手段只能提供一个平均结果，难以探测中间状态以及并不清楚单个分子机制。这种传统生物学手段放弃了个体差异，虽然这种差异可能不重要，但是丢弃的信息可能是基本机制的关键。单分子生物物理的出现解决了这一问题，其最大的优点在于直接观察每一个分子的反应轨迹，消除平均带来的模糊。单分子生物物理是指利用物理学的技术手段来研究单个生物大分子，是介于物理、化学、生物交叉领域的前沿技术。其中涉及单分子荧光成像和单分子力学操纵两方面。
荧光成像是研究细胞、亚细胞结构以及生物大分子的重要手段。单分子荧光成像可追溯于1989年首次实现在固体4K低温下的单分子荧光探测[1]，后来发展至室温。单分子荧光检测能够实现生物大分子的定位,即通过对生物大分子进行荧光标记而实现追踪定位。2003年实现了单纳米精度的荧光成像（fluorescence imaging withone-nanometer accuracy, FIONA）[2]，通过对单个荧光团成像进行二维高斯拟合，从而实现1nm分辨精度观察分子马达肌球蛋白V的步行。
其次，偏振全内反射荧光显微术（polarizedtotal internal reflection fluorescence microscopy, polTIRFM）能够检测单个荧光标记分子的空间取向和旋转动态。
第三，两个荧光团（受体和供体）之间的距离可以通过测量荧光共振能量转移效率而得到，从而实现单分子荧光成像生物大分子相互作用的观测。单分子荧光共振能量转移技术[3]是指激光激发供体荧光分子，当受体分子靠近供体小到一定距离时，供体荧光分子的激发能量通过诱导的偶极相互作用传递给受体分子，受体分子发光。能量传递效率E与距离R有关，可以测量的距离范围为3~8nm。
以上是目前常用的单分子荧光成像技术。关于单分子操纵技术，包括玻璃微针、原子力显微镜[4]、磁镊[5]和光镊[6]等。玻璃微针是将针尖进行生物修饰使之可以操纵生物大分子。原子力显微镜是通过针尖来控制生物大分子与平台表面的距离，检测力的大小，或者实现在某力下的操作。磁镊是把生物大分子一端连接在载玻片上，另一端连上超顺磁性小球，通过改变外磁场来拉伸或转动超顺磁性小球，从而操控生物大分子。光镊是利用聚焦激光束产生辐射压力而形成光学陷阱,处在陷阱中的微粒因受到梯度力场的作用而被钳住，通过移动光束可以操纵微粒，进而操纵连接在微粒上的生物大分子。
单分子技术推动了生物大分子动力学过程和构象变化的研究，开辟了单分子生物物理的时代。目前，不断提升成像精度，以及实现力学操纵和实时的荧光成像是单分子技术发展的前沿。以下对于2010年至2017年间单分子技术的推动做一个简单的回顾，其中包括力学操纵和成像的结合以及单分子技术分辨精度的提升。
1、2010年实现磁镊与荧光共振能量转移技术的结合。研究案例为B-DNA与Z-DNA之间的转换：B-DNA是广泛被认知的DNA右手双螺旋结构，Z-DNA是左手双螺旋结构。通过磁镊对B-DNA进行负超螺旋化操纵，观测荧光共振能量转移效率的变化。
（来源文献[7]）
2、2012年发展了原子力显微镜和荧光共振能量转移结合。研究案例为HPPK蛋白的构象变化：对单个HPPK蛋白分子进行外力拉伸，原子力显微镜得到力谱曲线，同时荧光共振能量转移技术实时观测了HPPK蛋白构象的改变。
（来源文献[8]）
3、2015年光镊与荧光共振能量转移技术实现了结合研究，研究案例是UvrD解旋酶。蛋白的功能和三维结构之间的关系对于理解蛋白的作用机理是十分必要的。蛋白质执行某一功能，对应动态结构的改变，对于大多数技术是不能够直接观测的。即便是高精度的冷冻电镜技术也是由静态图片得到结构信息，相对应的动态功能只能够进行推测而不能直接观测。而光镊结合荧光共振能量转移技术可以进行实时动态研究。以UvrD解旋酶为例，光镊结果记录了UvrD解旋的过程，荧光共振能量转移同时监测了UvrD构象的改变。该实验首次记录了蛋白质功能和构象的实时变化。
（来源文献[9]）
4、2013年采用光镊与DNA Origami（紧致的DNA束）结合来稳定研究的生物系统，提高光镊分辨率。一般光镊研究的生物系统是通过DNA双链作为手柄连接到微粒小球上。当手柄由双链DNA换做更为紧致的DNA Origami时，增加了系统的稳定系，提高分辨率。
5、2017年发展了高精度荧光共振能量转移技术。以往的荧光共振能量转移技术在对于解旋酶研究上只能达到2-3bp的分辨精度，而2017年发展的纳米张力器技术，通过对单链核苷酸链施加一小段双链DNA的刚性弹力作用，使得荧光共振能量转移技术在对解旋酶研究上提高到0.5个碱基对的精度，促进对解旋酶和聚合酶更统一、更基础的分子机制研究。
(来源文献[10])
单分子生物物理技术的发展极大促进了对生物大分子的研究，促进在分子层面上对生命问题的研究。单分子生物物理技术的劣势在于局限于在体外对生物大分子研究，更复杂的细胞内的研究依赖于其它技术。未来，能够利用单分子技术研究各样的生物系统成为重中之重。
参考文献：
[1] Moerner WE and Kador L.Optical detection and spectroscopyof single molecules in a solid. Phys.Rev.Lett. 62:2535-2538.1989
[2]Yildiz,A. et al. Myosin V Walks Hand-Over-Hand: Single Flurophore Imaging with 1.5-nmLocalization. Science (80-. ). 300, 2061–2065 (2003).
[3]Ha T, et al., Probing the interaction between two single molecules:fluorescence resonance energy transfer between a single donor and a singleacceptor. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93 (13): 6264–8. 1996
[4]G. Binnig, Ch. Gerber and C.F. Quate, Phys. Rev. Lett. 56, 930.1986
[5]Smith S B, Finizi L, Bustamante C et al., Science, 256:1122.1992
[6]Ashkin A, et al., Observation of a single-beam gradient force optical trap fordielectric particles. Opt. Lett. 11 (5): 288–290.1986
[7]Mina Lee, Minute negative superhelicity is sufficient to induce the B-Ztransition in the presence of low tension, PNAS,vol. 107, no. 11,4985–4990,2010
[8]Yufan He;Maolin Lu;Jin Cao;H. Peter Lu.Manipulating Protein Conformations by Single-Molecule AFM-FRET Nanoscopy.ACSNANO,6,1221–1229(2012)
[9]Matthew J. Comstock, Direct observation of structure-function relationship in anucleic acid–processing enzyme,Science,2015
[10]Wenxia Lin, Jianbing Ma, Daguan Nong, et. al,“Helicase stepping investigatedwith one-nucleotide resolution fluorescence resonance energy transfer”,Physical Review Letters 119 (13), 138102
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作者：林文霞
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