一、基本概念
1.动物实验介绍
动物实验：指在实验室内，为了获得有关生物学、医学等方面的新知识或解决具体问题而使用动物 进行的科学研究。
实验动物：是指经人工饲养、繁育，对其携带的微生物及寄生虫实行控制、遗传背景明确或者来源清楚，应用于科学研究、教学、生产和检定以及其它科学实验的动物。
实验用动物：是指用于科学实验的所有有生命的和死亡动物，它包括实验动物，也包括野生动物、经济动物和家畜等。
2.动物实验的优点
动物实验：有很多优点，包括可以控制实验条件，缩短研究周期，可以克服一些伦理和社会的限制并可进行长期、完整的观察等。
进行动物实验时，首先要明确实验目的，根据实验目的选择合适的实验动物是进行动物实验的首要条件。
3.普遍存在的问题
1）饲养和实验环境，导致动物大脑与不健康；
2）动物实验操作情况不佳，给动物造成额外的痛苦；
3）缺乏相关的法律法规；
4）实验前充分了解实验内容，提高实验技能；
5）注意动物福利；
二、动物的选择
根据实验目的和要求来选择；
选择与研究对象相同或者功能、代谢、结构及其他方面与研究对象相似的动物；
考虑是否容易获得、饲养难度及具体经济情况等；
品系、微生物级别、年龄、性别、体重及健康情况等；
适用实验动物：
开胸和心脏实验—-适宜选用大鼠、兔做实验；
发热、解热和检查致热源实验—–适宜选用兔做实验；
观察药物对排卵的影响，进行避孕药研究—–适宜选用兔、猫；
动脉粥样硬化实验—适宜选用兔、猪、猴；
肝外科实验研究——适宜选用大鼠；
胆囊功能研究——不能选用大鼠；
呕吐实验—-适宜选用猴、猫；
变态反应、Vc缺乏症研究—-适宜选用豚鼠；
对带有雌激素活性的药物进行避孕药效研究—-不能选用小鼠、大鼠；
同品种不同品系的动物存在有很多特殊的反应，应注意选择应用。
三、动物实验的基本操作
动物实验操作技术是确保动物实验顺利完成和获得科学结果的重要手段之一,因而实验者要熟练掌握。
1、抓取；
1）小鼠的抓取
在铁丝笼盖上操作，右手拇指和食指拉扯小鼠尾巴，小鼠会习惯性拉住笼盖,右手剩余手指按住小鼠背部，左手食指和拇指抓住颈部皮肤，中指夹住背部皮肤，无名指夹住尾巴，尾指夹住小鼠右腿，即可进行实验操作。
注意：抓小鼠尾巴应抓住尾巴中部或根部，不能仅捏住小鼠尾巴的尾端，因为这时小鼠的重量全部集中到尾端，如果小鼠挣扎，有可能弄破尾端。
2）大鼠的抓取固定
抓取大鼠前最好戴上防护手套，右手轻轻抓住大鼠尾巴的中部并提起，迅速放在笼盖上或其他粗糙面上，左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行，以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取固定。
3）豚鼠的抓取固定
捉拿时，实验人员可先用手轻轻扣、按住豚鼠背部，顺势抓紧其肩胛上方皮肤，拇指和食指环 其颈部，用另一只手轻轻托住其臀部，即可将豚鼠抓取固定。
4）兔的抓取固定
用右手把两耳拿在手心并抓住颈后部皮肤，提起家兔，然后用左手托住臀部。
5）犬的抓取固定
犬性情凶猛、咬人。如果犬在动物实验前曾与实验人员有接触，受过驯养调教，抓取保定就比较容易。受过驯养的犬或哔格犬的抓取保定，实验人员应弯下膝盖，一只胳膊绕着它的胸部，另一只胳膊绕着后肢的大腿，两只胳膊一起绕着将犬抱起。
取固定比较凶猛的犬时，应使用特制的长柄犬头钳夹住犬颈部，注意不要夹伤嘴或其他部位。夹住犬颈后，迅速用链绳从犬夹下面圈套住犬颈部，立即拉紧犬颈部链绳使犬头固定。再用1米长的绷带打一活套。
从犬的背面或侧面将活套套在其嘴面部，迅速拉紧活套结，将结打在颌上，然后绕到下颌打一个结，最后将绷带引至颈后部打结固定。
2、标记；
2.1、染色法
染色法是用化学药品在实验动物身体明显的部位，如被毛、四肢等处进行涂染，以染色部位、颜色不同来标记区分实验动物，是最常用、最易掌握的方法。
2.1.1、常用染色剂
1）3%～5%苦味酸溶液，可染成黄色。
2）0.5% 中性红或品红溶液,可染成红色。
3）2%硝酸银溶液，可染成咖啡色（涂染后在可见光下暴露十分钟）。
4）煤焦油酒精溶液，可染成黑色。
2.1.2、染色方法
染色法适用于被毛白色的实验动物如大白鼠、小白鼠等。
1）单色涂染法
单色涂染法是用单一颜色的染色剂涂染实验动物不同部位的方法。常规的涂染顺序是从左到右、从上到下。左前肢为1号、左侧腹部2号、左后肢3号、头部4号、背部5号、尾根部6号、右前肢为7、右侧腹部8号、右后肢9号、不作染色标记为10号。此法简单、易认，在每组实验动物不超过10只的情况下适用。
2）双色涂染法
双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的方法。例如用苦味酸（黄色）染色标记作为个位数，用品红（红色）染色标记作为十位数。双色法色法可标记100位以内的号码。
3）直接标号法
直接标号法是使用染色剂直接在实验动物被毛、肢体上编写号码的方法。实验动物太小或号码位数太多时，不宜采用此方法。
染色法虽然简单方便，不会给实验动物造成损伤和痛苦，但是长时间实验会使涂染剂自行褪色，因而染色法对慢性实验不适用。如果所做慢性实验只能采用此种染色方法，则应注意不断地补充和加深染色。
2.2、耳孔法
耳孔法是用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号，根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少，来区分实验动物的方法。用打孔机在耳朵打孔后，必须用消毒过的滑石粉抹在打孔局部，以免伤口愈合过程中将耳孔闭合。
另一种耳孔法是用剪刀在实验动物的耳郭上剪缺口的方法，作为区分实验动物的标记。
2.3、烙印法
烙印法是直接把标记编号烙印在实验动物身体上的方法，尤如盖印章一样。
烙印方法有两种，对犬等大动物，可将标记号码烙印在其皮肤上（如耳、面、鼻、四肢等部位）；对家兔、豚鼠等动物，可用数字号码钳在其耳朵上刺上号码。
烙印完成后，伤口涂抹酒精黑墨等颜料，即可清楚读出号码。烙印法对实验成绩动物会造成轻微损伤，操作时宜轻巧、敏捷，必要时麻醉，以减少痛苦
2.4、挂牌法
挂牌法是将编好的号码烙印在金属牌上，挂在实验动物颈部、耳部、肢体或笼具上，用来区别实验动物的一种方法。金属牌应选用不生锈、刺激小的金属材料，制成轻巧、美观的小牌子。
实验人员可根据实验动物品种、实验类型及实验方式，选择合适的标记编号方法。一般来说，大、小鼠多采用染色法，家兔宜使用耳孔法，犬、猴、猫较适合挂牌法，犬还可用烙印法。
3、去毛；
3.1、拔毛法
实验动物被固定后，用食指和拇指将暴露部位的毛拔去。进行采血或动、静脉穿刺时，常用此方法暴露血管穿刺的部位。
拔毛不但暴露了血管，而且刺激了局部组织产生扩张血管的作用。如作兔耳缘静脉和鼠静脉采血，就要拔去上述静脉表面的被毛。
3.2、剪毛法
实验动物被固定后，用水湿润局部被毛，绷紧局部皮肤，用剪刀紧贴皮肤表面剪去被毛。
注意剪毛过程中切不可提起被毛，以免剪伤皮肤。同时为了避免被毛到处飞扬，应预先准备一个盛有自来水的杯子装载剪下来的被毛。
3.3、剃毛法
实验动物固定后，用刷子蘸温肥皂水将需要暴露部位的被毛湿透，用剪刀剪去被毛，然后用剃毛刀逆被毛生长方向剃去残留被毛。剃毛时必须绷紧局部皮肤，尽量不要剃破皮肤。剃毛法常用于大动物手术区域皮肤的术前准备。剃毛刀除专用刀具外，尚可用止血钳夹持半片新剃须刀片代替，但要小心不要割破皮肤或血管。
3.4、脱毛法
脱毛法是采用化学脱毛剂进行脱毛的方法。此法常用于大动物无菌手术，局部皮肤刺激性实验，观察实验动物局部血液循环等实验。
1）使用脱毛剂前应剪去局部被毛，但剪毛前不能用水湿润被毛，以免脱毛剂流入毛根造成损伤。
2）脱毛时用镊子夹棉球或纱布团蘸脱毛剂涂抹一层在已剪去被毛的部位，3~5分钟后，用温水洗去脱下的毛和脱毛剂。
3）再用干纱布将水檫干，涂上一层油脂。
注意：操作时动作应轻巧，以免脱毛剂沾在实验人员的皮肤、粘膜上，造成不必要的损伤。
4、麻醉方法；
4.1、挥发性麻醉剂
这类麻药包括乙醚、异弗烷等。
4.2、非挥发性麻醉剂
这类麻醉剂种类较多，如巴比妥类（包括苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠等）、氨基甲酸乙脂和水合氯醛。一次给药可维持较长的麻醉时间，麻醉过程较平衡，动物无明显挣扎现象。但缺点是苏醒较慢。
4.3、中药麻醉剂
动物实验有时也用到象洋金花和氢溴酸东莨菪碱等中药麻醉剂，多数实验室不选用这类麻醉剂。
4.4、麻醉类型
4.4.1、全身麻醉
吸入法、腹腔、静脉给药等方法
4.4.2、局部麻醉
1）猫的局部麻醉一般应用0.5～1.0%盐酸普鲁卡因注射。粘膜表面麻醉宜用2%盐酸可卡因。
2）兔在眼球手术时，可于结膜囊滴入0.02%盐酸可卡因溶液，数秒钟即可出现麻醉。
3）狗的局部麻醉用0.5～1%盐酸普鲁卡因注射。眼鼻、咽喉表面麻醉可用2%盐酸可卡因。
注意事项：
1、静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张性、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，立即停止注射。配制的药液浓度要适中，不可过高，以兔麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。
2、麻醉时需注意保温。
麻醉期间，动物的体温调节机能往往受到抑制，出现体温下降，可影响实验的准确性。此时常需采取保温措施。保温的方法有，实验桌内装灯，电褥，台灯照射等。无论用哪种方法加温都应根据动物的肛门体温而定。
常用实验动物正常体温：猫为38.6℃±1.0℃，兔为38.4℃±1.0℃，大鼠为39.3℃±0.5℃。
3、做慢性实验时，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。
5、给药途径与方法；
5.1、皮下注射
注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。
5.2、皮内注射
皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
5.3、肌肉注射
肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。给小鼠、大鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。
5.4、腹腔注射
用大、小鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。
5.5、静脉注射
5.5.1、兔
兔耳部血管分布清晰，兔耳中央为动脉，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定，故不用。外缘静脉（即耳缘静脉）表浅易固定，常用。
先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入，然后拔出针头，用棉球压迫针眼片刻。
5.5.2、鼠
一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根也可采用。
操作时先将动物固定，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张。以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连4(1/2)号细针头，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2～3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。
5.5.3、狗
狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。
注射前由助手将动物侧卧，剪去注射部位的被毛，用胶皮带扎紧（或用手抓紧）静脉近端，使血管充盈，从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绑带（或两手），缓缓注入药液。
5.6、淋巴囊注射
蛙类常采用此法，因其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。
几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）
5.7、经口给药
5.7.1、小鼠、大鼠（或豚鼠）灌胃
灌胃时左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，动物应固定成垂直体位右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入小鼠3-4cm，大鼠或豚鼠4-6cm后可将药物注入。常用的灌胃量小鼠为0.2-1ml，大鼠1-4ml，豚鼠为1-5ml。
5.7.2、狗、兔、猫、猴灌胃
灌胃时将扩口器放于上述动物上下门牙之后，并用绳将它固定于嘴部，将带有弹性的橡皮导管（如导尿管），经扩口器上的小圆孔插入，沿咽后壁而进入食道。
5.8、其它途径给药
1）呼吸道给药；
2）皮肤给药；
3）脊髓腔内给药；
4）小脑延髓池给药；
5）脑内给药；
6）直肠内给药；
7）关节腔内给药；
8）阴道内给药等。
6、血液及体液的采集；
6.1、血液采集
剪尾采血、眼眶静脉丛采血、断头采血、心脏采血、颈静脉（动脉）采血、股动脉（静脉）采血、耳静脉采血、前肢头静脉采血、后肢小静脉采血等。
小、大鼠采血部位及采血量（ml）
6.2、尿液采集
6.2.1、用代谢笼采集尿液
代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄物的密封式饲养笼，实验动物可通过其特殊装置收集尿液。
6.2.2、导尿法收集尿液
施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液
6.2.3、输尿管插管采集尿液
一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。剖腹后，将膀胱牵拉至腹腔外，暴露膀胱底两侧的输尿管。在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎，于输尿管结扎处上方剪一小口，向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管，用线结扎固定插管，即可见尿液从插管滴出，可以收集。采尿过程中要用38℃热生理盐水纱布遮盖切口及膀胱。
6.3、胸水的采集
主要采用胸腔穿刺法收集实验动物的胸水，也可处死实验动物剖开胸腔采集胸水。
6.4、腹水的采集
实验动物被固定于站立位。局部皮肤去毛、消毒、麻醉。用无菌止血钳小心提起皮肤，右手持小针头或穿刺套管针沿下腹部靠腹壁正中线处轻轻垂直刺入，注意不可刺入太深，以免损伤内脏，针头有落空感后。
6.5、精液采集法
阴道栓采精法本法是将阴道栓涂片染色，镜检凝固的精液。阴道栓是雄性大、小鼠的精液和雌性阴道分泌物混合，在雌鼠阴道内凝结而成白色稍透明、圆锥形的栓状物，一般交配后2～4小时即可在雌鼠阴道口形成，并可在阴道停留12～24小时。
7、骨髓的采集；
集骨髓一般选择胸骨、肋骨、髁骨、胫骨和股骨等造血功能活跃的骨组织。猴、犬、羊等大动物骨髓的采集用活体穿刺取骨髓的方法；大、小鼠等小动物骨头小难穿刺，只能剖杀后采胸骨、股骨的骨髓。
1、猴、犬、羊等的骨髓采集法
骨髓穿刺点定位
1）胸骨：穿刺部位在胸骨中线，胸骨体与胸骨柄连接处，或选胸骨上1/3部。
2）胫骨：穿刺部位在胫骨内侧，胫骨上端的下方1厘米处。
3）肋骨：穿刺部位在第5～7肋骨各自的中点上。
4）髁骨：穿刺部位在髁前上棘后2～3厘米的髁嵴。
5）股骨：穿刺部位在股骨内侧面，靠下端。
8、处死的方法。
1、颈椎脱臼处死法
此法是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方法。
操作时实验人员用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部，右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，实验动物立即死亡。
2、断头处死法
此法适用于鼠类等较小的实验动物。操作时，实验人员用左手按住实验动物的背部，拇指夹住实验动物右腋窝，食指和中指夹住左前肢，右手用剪刀在鼠颈部垂直将鼠头剪断，使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。
3、击打头盖骨处死法
主要用于豚鼠和兔的处死。操作时抓住实验动物尾部并提起，用木锤等硬物猛烈打击实验动物头部，使大脑中枢遭到破坏，实验动物痉挛并死亡。
4、放血处死法
此法适用于各种实验动物。具体做法是将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破、刺穿实验动物的心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。
犬、猴等大动物应在轻度麻醉状态下，在股三角做横切口，将股动脉、股静脉全部暴露并切断，让血液流出。
操作时用自来水不断冲洗切口及血液，既可保持血液畅流无阻，又可保持操作台清洁，使实验动物急性大出血死亡。
5、空气栓塞处死法
处死兔、猫、犬常用此法。
向实验动物静脉内注入一定量的空气，形成肺动脉或冠状动脉空气栓塞，或导致心腔内充满气泡，心脏收缩时气泡变小，心脏舒张时气泡变大，从而影响回心血液量和心输出量，引起循环障碍、休克、死亡。空气栓塞处死法注入的空气量，猫和兔为20～50ml，犬为90～160ml。
6、过量麻醉处死法
快速过量注射非挥发性麻醉药（投药量为深麻醉时的30倍），或让动物吸入过量的乙醚，使实验动物中枢神经经过过度抑制，导致死亡。
7、毒气处死法
让实验动物吸入大量CO2等气体而中毒死亡。
8、电击法
安布瑞生物实验
第
1
点
心血管类
○
√大鼠心肌损伤模型
√大鼠心肌缺血再灌注模型
√大鼠心梗模型
√小鼠心肌肥厚模型
√大鼠高血压模型
√小鼠主动脉夹层模型
√兔子动脉粥样硬化模型
√大鼠脑动脉瘤模型
√小鼠动脉粥样硬化模型
√大鼠脑缺血再灌注模型
√大鼠尿毒症血管钙化模型
√大鼠颈动脉球囊损伤模型
第
2
点
呼吸消化类
○
√大鼠慢性哮喘模型
√小鼠慢性哮喘模型
√大鼠过敏性鼻炎模型
√大鼠肺纤维化模型
√大鼠结肠炎模型
√大鼠脓毒症
√小鼠肠癌模型
√大鼠脂肪肝模型
√大鼠肝纤维化模型
√大鼠酒精性脂肪肝模型
√小鼠肠炎模型
√小鼠急性肝衰竭模型
第
3
点
泌尿神经类
√大鼠肾衰竭模型
√小鼠输尿管结扎模型
√大小鼠癫痫模型
√兔子坐骨神经缝合、缩窄模型
√幼鼠惊厥模型
√小鼠抑郁模型
√大鼠睡眠剥夺模型
第
4
点
外科类
√裸鼠移植瘤模型
√大鼠类风湿性关节炎模型
√大鼠骨质疏松模型
√大鼠足肿胀模型
√大鼠骨关节炎模型
√激素股骨头坏死模型
—end—
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