编译/陈康
要点
目录
β细胞功能的神经调节
β细胞质量
β细胞胰岛素含量
胰岛素分泌与血浆胰岛素的比较
体内胰岛素分泌特征
β细胞反应模式
空腹状态下的胰岛素分泌
静脉注射葡萄糖的胰岛素分泌反应
慢β细胞反应模式和适应机制
对口服刺激的胰岛素分泌反应
胰岛素分泌和胰岛素敏感性
胰岛素分泌的遗传影响
胰岛素分泌、胰岛素作用和葡萄糖稳态
介绍
内分泌胰腺由大约300万个分散在外分泌组织中的胰岛组成，总重量约为1 g(不到胰腺体积的3%)【J Clin Med. 2018;7(3)】。人胰岛由β细胞组成，与α细胞、δ细胞、γ细胞和ε细胞混合，分别分泌胰高血糖素、生长抑素、胰腺多肽和饥饿素。
β细胞是最丰富的细胞类型(约占胰岛细胞的60%)，与较大胰岛相比，在较小胰岛的所有内分泌细胞中所占比例较高。小胰岛也具有较高的胰岛素含量，并且与血管接触更紧密，因此代表了一个功能独特的亚群。胰岛内细胞的空间排列对胰岛功能也很重要。虽然β细胞在人胰岛中不规则分布，但在葡萄糖刺激下，膜电位和细胞质Ca2+浓度([Ca2+]c)在单个β细胞和整个胰岛中均表现出复杂的振荡模式【Physiol Rev. 2018;98:117–214】。此外，间隙连接提供了连通性，这可能会转移到具有起搏器特性的小细胞簇【Cell Metab. 2016;24: 389–401】。内在电振荡和超特异性β细胞亚群的起源和调节仍在研究中，但胰岛及其内β细胞亚群的异质性， 增加了不同细胞类型之间众所周知的胰岛内相互作用的复杂性水平(例如，通过胰岛素对胰高血糖素分泌的旁分泌抑制、通过生长抑素对胰高血糖素和胰岛素分泌的抑制)。此外，内源性胰岛再生不仅可能通过导管细胞新生和β细胞复制发生，还可能通过极端β细胞缺失后α细胞【Nature. 2010;464:1149–1154】或δ细胞【Nature. 2014;514:503–507】的转分化发生【Cell Metab. 2018;27:57–67】。因此，β细胞科学中出现的一个新概念是，功能不仅是β细胞质量和质量的结果，也是胰岛作为一个器官的结构和结构完整性的结果。
β细胞在其质膜上表达大量的转运体和受体；在各种刺激之后，它们同时或顺序的配体接合最终被整合到给定的分泌速率中【Ann Rev Physiol. 2013;75:155–179】。像神经元(其对多个突触输入的响应是动作电位)一样，β细胞在相位和振幅(即，在时间过程和量上)上调节其分泌响应以精确地适应刺激【Diabetologia. 2009;52:738–751】。
刺激和抑制信号的极端复杂性以及它们的细胞内转导和调节可以在操作上减少到两个主要生理域:
触发途径
从细胞膜水平开始，通过主要为细胞内的扩增途径【Diabetes. 2000;49:1751–1760】。因此，葡萄糖通过葡萄糖转运蛋白(GLUT2)的同工型2进入β细胞，并通过糖酵解途径代谢，随后在线粒体中代谢。该过程的第一个限速步骤是将葡萄糖磷酸化为葡萄糖-6-磷酸。该反应由葡萄糖激酶介导，葡萄糖激酶通过测定糖酵解速率，起葡萄糖传感器的作用【Diabetes. 1990;39:647–652】。葡萄糖代谢提高三磷酸腺苷(ATP)的产生，导致ATP敏感性钾(KATP)通道关闭和膜去极化。这导致Ca2+通过电压依赖性Ca2+通道进入，[Ca2+]c升高，从而启动激素从易释放颗粒的胞吐。ATP生成量增加可能是由于甘油醛-3-磷酸氧化糖酵解步骤中烟酰胺腺嘌呤二核苷酸的生成以及线粒体三羧酸循环中丙酮酸的氧化所致。ATP的增加不仅关闭了KATP通道，还成为胰岛素颗粒运动和胞吐启动的主要许可因子。
KATP通道的生物学与β细胞生理学相关。这些通道包括磺脲受体(SURs)和钾离子内向整流器(Kir6.1和Kir6.2)，它们聚集形成一个大的八聚体通道。在β细胞中，SUR1/Kir6.2对构成KATP通道，控制钾离子的通量。重要的是，这些通道的开放可将静息膜电位重置至电压门控Ca2+通道激活阈值以下，从而中止胰岛素分泌爆发（bursts）。这发生在血浆葡萄糖水平低时或在胰岛素刺激下，在后一种情况下，安装了胰岛素分泌的自分泌控制装置【Diabetes. 2011;60:3141–3147】。β细胞KATP- SUR 1(由ABCC 8基因编码)和Kir6.2两种成分的突变已被证明会导致胰岛素分泌过多，临床上导致隐性形式的家族性高胰岛素血症或婴儿期持续性高胰岛素血症性低血糖。
扩增途径
也需要葡萄糖代谢，但与KATP通道无关。在信号放大中，环磷酸腺苷(cAMP)起着重要的作用。该第二信使由ATP在质膜产生，可增强葡萄糖刺激的胰岛素分泌，尤其是对胰高血糖素、胰高血糖素样肽1 (GLP1)和葡萄糖依赖性促胰岛素肽(GIP)的反应。cAMP依赖性途径在外细胞机制中似乎尤为重要。
最近，已有研究表明其他分子可作为独立于葡萄糖代谢的葡萄糖传感器【Diabetes Obes Metab. 2017;19(suppl 1):54–62】。在啮齿动物系统中，这些是通过在施加葡萄糖刺激后阻断葡萄糖利用而鉴定的细胞表面受体。它们还通过改变突触信使cAMP和[Ca2+]c而起作用。这些额外的葡萄糖传感器已被初步定义为非典型甜味受体(T1R3)和钙敏感受体(CaSR)的异二聚体。它们在人β细胞和体内胰岛素分泌中的作用仍在研究中。
β细胞功能的神经调节
大脑通过穿透胰岛的传出神经提供胰岛素和胰高血糖素分泌的补充控制【Cell Metab. 2011;14:45–54】。交感神经刺激(通过α2受体介导的去甲肾上腺素释放)抑制胰岛素分泌并增强胰高血糖素分泌【J Physiol. 1975;253:157–173】，而副交感神经刺激(通过M3毒蕈碱介导的乙酰胆碱释放)增强胰岛素和胰高血糖素释放【Endocrinology. 1986;118:1551–1557】。这些自主神经回路起源于下丘脑区，差异控制激素释放。具体而言，实验性降低弓状核表达葡萄糖激酶的神经元中的葡萄糖感应会导致葡萄糖刺激的胰岛素分泌不足和葡萄糖不耐受，而下丘脑外侧区的相同操作会导致葡萄糖敏感性增强和胰高血糖素对低血糖的反应【Diabetes. 2016;65:2711–2723】。脑/胰岛轴对全身葡萄糖稳态和反调节的相对贡献在人类中难以定量；然而，在啮齿动物中，肾包膜【Am J Physiol Endocrinol Metab. 2014;306:E559–E570】下或眼睛前房【Proc Natl Acad Sci U S A. 2012;109:21456–21461】中的胰岛移植物经历定时的胰岛周围和胰岛内再神经化，这是神经可塑性的显著实例。
β细胞质量
β细胞质量是包括胰岛新生、β细胞增殖和β细胞增生在内的阳性因素与包括β细胞凋亡和去分化在内的阴性因素之间的净平衡【Cell Metab. 2018;27:57–67】。尽管β细胞是一种终末分化的细胞类型，但并不完全是有丝分裂后的。在人类中，导管上皮祖细胞的大多数β细胞新生发生于产前；在出生后的前5年内，随着新生儿β细胞复制促发/ burst (来自胰腺祖细胞和/或导管前体细胞)，β细胞团的完整补体得以建立。此后，β细胞增殖非常低，β细胞的平均寿命延长至约25年【J Clin Endocrinol Metab. 2012;97:3197–3206】。然而，在胰岛外周，一个专门的微环境或新生生态位容纳了一群转录上不成熟(原始)的β细胞，这些细胞构成了新β细胞的终身储库【Cell Metab. 2017;25:911–926】。这些细胞具有介于α细胞和成熟β细胞之间的中间表型，并可根据主要信号转分化为一种或另一种，例如胰岛素需求增加(如在肥胖症中， 极端的β-细胞丧失或妊娠)或应激物(例如高血糖症、从正常葡萄糖耐量向2型糖尿病/T2D转变中的氧化超负荷)【Nature. 2010;464:1149–1154；Nature. 2014;514:503–507；Cell Metab. 2018;27:57–67】。值得注意的是，复制的β细胞上调数百个增殖相关基因，但不上调参与β-细胞功能(葡萄糖传感和胰岛素分泌)的基因，表明静止-增殖转变涉及基因表达的全局扩增， 除了组织特异性基因的一个子集【Diabetes. 2016;65:2081–2093】。对复制β细胞的转录程序进行编录的努力不仅是解释胰岛细胞类型的生理可塑性的关键，也是为潜在的基于移植的治疗确定β细胞生成的分子途径的关键。
β细胞胰岛素含量
尽管其体积较小，但内分泌胰腺具有大量的功能储备，因为胰腺胰岛素含量估计在200-250单位(健康瘦成人的10天供应量)范围内。在β细胞胞质内，胰岛素被包装在5000-8000个分泌颗粒中，这些颗粒在空间上分布在不同年龄的人群中【Diabetes Obes Metab. 2017;19(suppl 1):107–114；】。如图1所示，每个颗粒(直径300至350 nm)都含有一个电子致密核，该核由一个钙离子和两个锌离子稳定的胰岛素六聚体紧密堆积的晶体组成【Trends Endocrinol Metab. 2010;21:599–609】。颗粒不仅仅是递送贮库，它还是腔内含有许多蛋白质、小分子和离子以及一些跨膜蛋白、通道和膜相关蛋白的动态结构。颗粒周转和转运是一个高度调节的过程，涉及与细胞骨架的关系、细胞内胰岛素降解、流动性(动态、受限或几乎没有)、对接以及与质膜的融合(由可溶性N-乙基马来酰亚胺-敏感因子附着蛋白受体[SNARE]蛋白介导)【Diabetes Obes Metab. 2017;19(suppl 1):107–114；Trends Endocrinol Metab. 2010;21:599–609】。
响应急性体外葡萄糖刺激，仅分泌一小部分(远小于1%)颗粒胰岛素；
颗粒半衰期小于5天，细胞内降解已经在约3天内开始；
分泌颗粒动力学的哪些特征(年龄、在细胞中的位置和分子特征)对于体内胰岛素释放动力学的哪些方面以及在糖尿病状态下哪些步骤可能改变至关重要，这些仍有待确定。
胰岛素分泌与血浆胰岛素
循环胰岛素浓度是分泌和清除的函数，由于首先进入门静脉循环的激素的出现和肝脏的大量清除，使得分泌和清除变得复杂。由于门静脉循环不可及，通常无法直接检测胰岛素分泌。因此，当评估体内胰岛素分泌时，基于C肽检测的方法目前是最先进的。
由于胰岛素原裂解，C肽与胰岛素以等摩尔量共同分泌，
C肽不被肝脏提取，
通过这种方法，胰岛素分泌的计算使用了一种称为反卷积的数学程序【Am J Physiol. 1977;233:E500–E508】，该程序重建了胰腺胰岛素分泌速率(以pmol/min为单位)，正如它在肝胰岛素降解之前发生的那样【J Clin Invest. 1979;64:243–254；Am J Physiol. 1995;268:E21–E27】，并且可以从个体的人体检测数据中可靠地估计【Diabetes. 1992;41:368–377】。因此，将血浆C肽检测值转换为血浆胰岛素浓度涉及两个相互串联的分解代谢过程(和计算步骤)(图2)。考虑到约15%的肾C肽摄取量被完整排泄到尿中(其余部分被降解)【J Clin Endocrinol Metab. 1987;65:494–498】，尿C肽与肌酐比值的检测结果已显示与餐后血浆C肽水平有相当好的相关性【Diabet Med. 2016;33:1554–1558】，因此可用作1型糖尿病患者残余β细胞功能的指标【Diabet Med. 2013;30:803–817】。
由于血浆胰岛素动力学快速，胰岛素分泌速率会快速反映在血浆胰岛素浓度中，因此血浆胰岛素浓度是胰岛素分泌的主要和最广泛使用的替代指标。然而，在刺激胰岛素分泌期间，胰岛素清除率可能会有所不同，并可能根据代谢状态而降低或升高。因此，胰岛素浓度可能会扭曲胰岛素分泌的实际时间进程。
外周(或外源性)胰岛素清除率(pMCRI)，可在正常血糖高胰岛素钳夹期间通过实验确定为稳态时外源性胰岛素输注速率与动脉血浆胰岛素浓度的比值，
由于难以进入分泌胰腺胰岛素的门静脉，eMCRI的直接实验测定受到阻碍。然而，内源性胰岛素清除率可计算为内源性胰岛素分泌(根据C肽解卷积重建)与稳态动脉血浆胰岛素浓度之间的比值。
如果eMCRI和pMCRI都是从单独实验中已知的，则它们的分数差是肝胰岛素提取分数的估计值, 例如(eMCRI–pMCRI)/eMCRI)。门静脉胰岛素在第一次通过时被肝脏清除的部分约为65%，范围在50%-70%之间【Am J Physiol. 1983;244:E517–E527；J Clin Invest. 1988;81:435–441】。一旦进入体循环，胰岛素会再循环至肝脏并进一步被肝脏清除，在较小程度上被骨骼肌和肾脏清除。因此，肝脏的总体贡献(首过+再循环)占主导地位(约80%)。
较大的个体间可变性；
饱和动力学【Am J Physiol. 1983;244:E517–E527】；
遗传因素的实质性影响【Diabetolo-gia. 2012;55:2183–2192；Diabetologia. 2013;56:1282–1290】；
通过使用C肽法计算eMCRI和估计肝血浆流量，可以重建肝前(70%门静脉，30%肝动脉)血浆胰岛素浓度。如图3所示，在糖耐量正常的个体中，空腹肝前胰岛素浓度与外周胰岛素水平呈近似线性关系，平均比值为4:1。在进食状态下(例如，口服葡萄糖负荷后)，由于肝提取饱和，eMCRI低于空腹状态。肌肉的贡献减少【Diabetes. 2007;56:2958–2963】，而肾脏的贡献增加【Am J Physiol. 1983;244:E517–E527】，尽管它们对总胰岛素清除率的贡献仍不超过20%。因此，随着胰腺胰岛素释放的增加，肝前胰岛素与外周胰岛素的比值逐渐降低(见图3)。
似乎有多种机制调节胰岛素降解。在缺乏使胰岛素囊泡富含锌的锌转运体8 (ZnT8)的小鼠中，肝细胞中网格依赖性胰岛素内吞减少；在编码这种转运体的基因中具有单核苷酸多态性的个体在口服葡萄糖耐量试验(OGTT)期间也表现出增加的胰岛素清除率【J Clin Invest. 2013;123:4513–4524】。神经输入【J Clin Invest. 1997;99:692–700】和细胞氧化还原状态【PloS One. 2011;6:e18138】也可能影响胰岛素降解，而胃肠激素不影响这一过程【Am J Physiology Endocrinol Metab. 2007;293:E849–E856】。许多药物可能干扰胰岛素降解，特别是在引起一定程度肝毒性的剂量下。在抗糖尿病药物中，已知磺脲类药物会降低胰岛素清除率【Drugs. 1989;37:58–72】。尚不清楚这种影响是对降解机制的直接影响，还是继发于胰岛素分泌过多引起的饱和。
胰岛素清除在维持葡萄糖稳态中的作用是复杂的。胰岛素降解的减少通常被解释为代偿性的，在胰岛素抵抗更强且会利用胰岛素水平升高的个体中观察到较低的值。另一方面，胰岛素降解酶被敲除的实验动物会产生胰岛素抵抗和糖尿病【PloS One. 2011;6:e20818】。同样，与门静脉引流相比，器官静脉引流进入体循环的胰腺移植患者会产生空腹高胰岛素血症和轻度胰岛素抵抗【Diabetes. 2001;50:1402–1413】。然而，胰岛素清除率可独立于其他因素影响糖耐量。例如，由全身一氧化氮抑制产生的胰岛素清除率急性增加30%，使正常糖耐量者的葡萄糖耐量恶化【Diabetologia. 2013;56:1183–1191】。因此，很难从胰岛素清除率和胰岛素作用的双向关联中清晰地分离出饱和度。然而，大量证据表明，即使在考虑了降解能力饱和后，胰岛素清除率仍与胰岛素敏感性呈正相关，而与这两种功能变化的时间顺序无关。
体内胰岛素分泌的特点
胰岛素作用于几种靶代谢途径，如脂质和氨基酸，它们也影响胰岛素的分泌；然而，最紧密的生理反馈是血浆葡萄糖浓度。在体内，β细胞功能必须以易于在分钟基础上将血浆葡萄糖维持在窄浓度范围内的量和时间过程向身体组织供应胰岛素。为此，胰岛素输出必须应对尖锐的挑战，如餐食的大小、成分和出现率，并适应长期设置，如靶组织对胰岛素敏感性的变化。相比之下，胰岛素的作用，如果在细胞水平上同样复杂，在任何给定的个体中在功能上是相对稳定的。事实上，当通过直接技术(正常血糖高胰岛素钳夹)在体内检测时，已显示在24小时自由生活期间胰岛素敏感性变化为30%至80%【Ann Clin Biochem. 1999;36: 447–450】。在大多数情况下，通过生理或药物干预，胰岛素敏感性最多可增加一倍。相比之下，同一个人的胰岛素分泌可能在数分钟内变化许多倍，就像吃一顿丰盛的混合餐时发生的情况一样，或者随着时间的推移，就像体重增加时发生的情况一样【Diabetes. 2013;62:3709–3717】。例如，一个瘦的、对胰岛素敏感的成年人可能只需要0.5个单位的胰岛素，就可以在2小时内处理75 g葡萄糖的口服负荷，而一个肥胖、胰岛素抵抗、葡萄糖不耐受的人可能需要45个单位来完成同样的任务，跨度大约是100倍【J Clin Endocrinol Metab. 2007;92:2885–2892】。
鉴于β细胞反应的高度多态性，只有在标准刺激(主要是葡萄糖)的情况下，绝对胰岛素分泌才是β细胞功能的有意义指标。因此，典型方案采用控制性刺激，如高血糖钳夹(如下所述)。当刺激未标准化时，可通过计算胰岛素(或胰岛素分泌)与葡萄糖之间的比率(绝对或增量值或响应曲线下的面积)，根据经验对分泌响应进行标准化。例如，由来已久的胰岛素生成指数使用的是从基线开始的30分钟增量与来自OGTT的胰岛素和葡萄糖浓度之比。
更复杂的方法依赖于数学模型，这些模型已被广泛用于从临床试验中评估β细胞功能——其中葡萄糖水平不受控制——并获得对胰岛素分泌调节机制的深入理解【Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 2002;5:495–501】。通常，这些模型根据对分泌机制的正式描述将胰岛素分泌率与伴随的血浆葡萄糖浓度相关联。此类模型的必要条件是对系统的简化描述(以允许其参数的稳健数学可识别性)以及与细胞生理学中出现的β细胞功能的已知特征的现实一致性。
β细胞反应模式
有多种体内β细胞功能测试(稍后描述)。每次体内胰岛素分泌试验都揭示了β细胞功能的某些方面；然而，单就胰岛素而言，没有一个能概括胰岛素分泌反应的多态性。
第一相或急性胰岛素分泌，
葡萄糖敏感性，
四十多年前，在离体灌注大鼠胰岛中已经确定了胰岛素分泌反应的这三个主要特征【J Clin Invest. 1972;51:2047–2059】，并且可以通过现代数学建模从多种类型的刺激中解决【Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 2002;5:495–501；Diabetes. 2018;67:496–506；Diabetes. 2001;50:150–158】。第一相胰岛素释放是由葡萄糖水平的快速升高引起的胰岛素分泌的急剧且短暂的峰值。其幅度取决于葡萄糖刺激的大小，也可表示为葡萄糖变化率的函数(也称为速率敏感性、预期或导数分量)。在自由生活条件下很少观察到第一相胰岛素分泌，尽管在OGTT期间偶尔可检测到双相反应。尽管进行了大量研究，但对葡萄糖阶跃的双相分泌反应的生理学解释仍有些不确定。单细胞电生理研究表明，对高葡萄糖的急性暴露肯定会与细胞溶质钙浓度的峰值同步增强电活动，就葡萄糖依赖性和时间进程而言，这与胰岛素释放平行【Mears D, Atwater I. Electrophysiology of the pancreatic β-cell. In: LeRoith D, Taylor S, Olefsky J, eds. Diabetes Mellitus. A Funda-mental and Clinical Text. 2nd ed. Philadelphia: Lippincott Williams & Wilkins; 2000:47–61】。形态计量学研究表明，β细胞在成熟的不同阶段和在反式高尔基体和质膜之间的可变空间阵列中含有不同的分泌颗粒群，构成相互动态交换的分泌池链【Diabetes. 2002;51(suppl 1):S60–S67】。在2小时OGTT过程中，第一相胰岛素分泌贡献了估计十分之一(约3 nmol/m2)的超基底分泌然而，一旦葡萄糖开始升高，立即刺激胰岛素释放对于抑制内源性葡萄糖产生和启动组织葡萄糖摄取，从而抑制随后的血糖波动是至关重要的【Am J Physiol. 1989;257:E241–E246】。
β细胞葡萄糖敏感性检测血浆葡萄糖浓度任何伴随增加的分泌速率增加。这种关键的反应模式决定了进餐时分泌的胰岛素量，因此是葡萄糖耐量的主要控制因素。事实上，葡萄糖敏感性降低是所有形式葡萄糖耐受不良的标志。
胰岛素分泌增强是β细胞功能的内在特征。当葡萄糖水平与胰岛素分泌之间的剂量-反应关系增强时，就会发生强化，就像先前暴露于葡萄糖导致随后暴露时胰岛素分泌增加一样。增强可能由葡萄糖“记忆”、肠促胰岛素或胰高血糖素、胆碱能刺激、果糖等其他营养素或包括磺脲类药物在内的药物等因素产生【Diabetologia. 2014;57:1199–1203】。
根据该描述，很明显，葡萄糖稳态的维持不仅取决于胰岛素释放的绝对量，还取决于分泌反应的时间动力学。
其他临床试验揭示了β细胞功能的更多细节。例如，叠加在斜坡血糖稳定期上的精氨酸推注探索了一种氨基酸与葡萄糖分开的作用，并已用于估计最大分泌能力【J Clin Invest. 1984;74:1318–1328】。此外，许多研究已检测了不同氨基酸、【Am J Clin Nutr. 2000;72:96–105】内源性【Diabetologia. 2015;58:2344–2351】或外源性游离脂肪酸(FFA)【Diabetologia. 2006;49:1371–1379】、肠促胰岛素激素【Am J Physiol Endocrinol Metab. 2004;287:E199–E206】和神经刺激【Curr Opin Gastroenterol. 2013;29:517–522】对胰岛素分泌的影响。这些影响取决于刺激质量、剂量、给药途径、持续时间(急性或慢性)、与其他刺激的组合以及对胰岛素敏感性的同时影响。然而，最终，β细胞整合了所有输入，并以一种可以用葡萄糖敏感性、增强作用和速率敏感性量化分析的方式做出响应。表1报告了β细胞功能基本参数的标准值
如在具有正常葡萄糖耐量的一大组瘦的(体重指数≤25 kg/m2)健康志愿者中检测的。
空腹状态下的胰岛素分泌
在健康的正常血糖成人中，禁食一夜(10-14小时)后，胰岛素分泌率的范围很广，与肥胖程度(以及胰岛素抵抗，见后面的讨论)大致成比例，在女性和男性中同样如此(图4)。除肥胖外，空腹胰岛素分泌值在生理上也取决于空腹血糖水平。因此，在高血糖患者(例如，糖耐量异常/IGT或显性T2D的个体)中，在各肥胖水平下空腹胰岛素分泌通常高于血糖正常的受试者。
当频繁从门静脉血液中取样时，胰岛素浓度会振荡，每隔5至14分钟会出现可检测到的脉冲【Am J Physiol. 1986;251:E215–E226；J Clin Endocrinol Metab. 2000;85:4491–4499】。胰岛素分泌的脉冲性是胰岛固有的，可能反映了糖酵解的缓慢振荡与涉及Ca2+通量的较快振荡之间的耦合【Mol Aspects Med. 2015;42:61–77】。在24小时内，每隔80至180分钟会出现较慢的超日循环(ultradian cycles/亚昼夜)；这些可能被血浆葡萄糖浓度的小的亚阈值变化所夹带【J Clin Invest. 1993;92:262–271】。在高血糖状态下，脉冲式胰岛素分泌被破坏【J Clin Invest. 1993;92:262–271；Diabetes. 1981;30:435–439】，但是其对胰岛素作用于目标器官(肝脏和外周组织)的影响是不确定的。
空腹血浆样本中胰岛素原与胰岛素浓度的比率(或根据胰岛素调整的绝对胰岛素原浓度)已被提议作为β细胞功能的标志物【Eur J Clin Invest. 2002;32(suppl 3):S35–S45】。在流行病学研究中，胰岛素原与胰岛素或胰岛素原与C肽的比率较高与偶发糖尿病有关【Diabetologia. 2011;54:3047–3054】。
静脉注射葡萄糖的胰岛素分泌反应
已使用各种形式的静脉葡萄糖给药来检测独立于胃肠道影响的β细胞反应。
高血糖钳夹与双相胰岛素分泌
高血糖钳夹方案已在体内、灌注胰腺和胰岛培养中使用。本试验的基本原理是将β细胞暴露于方波高血糖状态下，通过受控的可变葡萄糖输注，使葡萄糖浓度突然升高并保持恒定在预设的基础上水平。对这种攻击的胰岛素分泌反应通常是双相的，最初急剧的胰岛素分泌爆发持续约5至8分钟(第一相分泌)，随后短暂减少，然后进行性缓慢增加，只要维持高血糖，这种情况就会持续(第二相分泌)(图5)。
第一相分泌的胰岛素量(也称为急性胰岛素应答[AIR])取决于葡萄糖升高的幅度；在典型的+ 126 mg/dL (+7 mmol/L)高血糖钳夹中，约为每平方米体表面积4 nmol(70kg成人为1单位)，代表第二相每小时分泌的10-15%。尽管很小，但第一相分泌的胰岛素量与此相关，至少有两个原因。首先，尽管随着葡萄糖浓度的快速升高，分泌性爆发很明显，但潜在机制似乎对葡萄糖浓度的更逐渐升高也起作用。与仅根据剂量反应预测的反应相比，这些机制可能导致了预期的反应。如后所述，这种预期对葡萄糖稳态具有相关的生理意义。第二，第一相胰岛素分泌减弱是早期β细胞功能障碍的一个非常敏感的标志【Diabetologia. 2004;47:1157–1166】。第一相分泌的损害已经存在于有患糖尿病风险的个体中【J Clin Endocrinol Metab. 2010;95:4703–4711】；并且是糖尿病发病的预测因素【Lancet. 1992;340:925–929】。由于这些相关特征，第一相分泌的评估已被广泛使用。
较高的血糖稳定期引发较大的分泌反应。然而，如果按顺序应用多个葡萄糖步骤，则第一相反应会逐渐减弱，而第二相分泌会与血糖生成计划的高度成比例增加【Diabetes. 2002;51(suppl 1):S130–S133】。这种矛盾的行为可能反映了既往血糖对随后第一相反应的抑制性影响，或反映了可轻易释放的胰岛素颗粒池的耗竭【Am J Physiol Endocrinol Metab. 2016;310:E919–E924；Diabetes. 2018;67:496–506】。
静脉葡萄糖耐量试验
产生双相胰岛素应答的另一项临床试验是静脉葡萄糖耐量试验(IVGTT)。在此，通过静脉注射与身体大小相符的标准化葡萄糖丸剂，并检测葡萄糖、胰岛素和可能的C肽浓度。与高血糖钳夹相反，葡萄糖浓度在初始峰值后迅速下降，第二相分泌不持续，而是多相模式的瞬时现象【Am J Physiol. 1977;233:E500–E508】。因此，高血糖钳夹和IVGTT之间对第一相分泌的评估非常相似，而IVGTT上的第二相分泌发生在葡萄糖可变的情况下，因此不太具有代表性。与高血糖钳夹一样，IVGTT已证明了作为β细胞功能标志的第一期分泌的相关性。
分级葡萄糖输注试验和β细胞剂量反应
在分级葡萄糖输注试验中，以递增速率输注葡萄糖，以刺激胰岛素分泌进行性增加。胰岛素分泌率与血浆葡萄糖浓度的关系图代表了β细胞剂量反应，其斜率量化了β细胞对葡萄糖的敏感性(图6)。在健康人群中，基础胰岛素分泌增加5-6倍，最高可达180 mg/dL (10 mmol/L)葡萄糖；相应地，β-细胞葡萄糖敏感性约为13 mU.min-1mM-1 (80 pmol min-1mM-1)。在该葡萄糖浓度范围内(最高至少360 mg/dL (20 mmol/L))，这种关系相当线性【Am J Physiol. 1996;270:E572–E579】。
慢β细胞反应模式和适应机制
在持续、恒定的葡萄糖刺激下，胰岛素分泌继续小幅上升。这种胰岛素分泌的时间依赖性增强可在高血糖钳夹中检测到(见图5)。同样，长期(2-4天)暴露于轻度高血糖会显著增强胰岛素分泌，剂量-反应曲线变陡，如高血糖钳夹【Diabetologia. 1994;37:1025–1035】和分级葡萄糖输注研究中所示【Am J Physiol. 1996;270:E572–E579】。因此，当静脉内葡萄糖给药诱导轻度高血糖的慢性状况时，健康β细胞在组成上能够增强其反应。
胰岛素对口服刺激的分泌反应
当摄入葡萄糖时，静脉注射葡萄糖时观察到的胰岛素反应双相模式在葡萄糖吸收时间内基本展开，血浆葡萄糖水平通常在0.5至1.0小时达到峰值，并在摄入后2小时回到基线。胰岛素分泌率的上升和下降与血糖水平密切同步。当摄入含有相同量葡萄糖的混合餐(75 g，与常规OGTT餐相同)时，血糖波动平稳，但由于蛋白质和脂肪的直接或间接胰岛素刺激作用，胰岛素分泌增强(图7)。当在14小时内连续喂食四顿碳水化合物含量高的混合餐时，非糖尿病胰岛素敏感者的胰岛素输出最大值为70-85个单位，胰岛素抵抗者为140-170个单位，这突出了内分泌胰腺的大量功能性分泌储备【Diabetes. 2015;64:2550–2559】。在连续的营养负荷下，与第一餐相比，第二餐期间的血糖和胰岛素分泌反应减弱(Staub-trau got效应)；这种现象也在糖尿病患者中观察到，是由于第一次负荷诱导的高血糖和高胰岛素血症对内源性葡萄糖产生的持续抑制以及胰岛素释放的增强【Am J Physiol Endocrinol Metab. 2009;297:E532–E537】。
值得注意的是，循环胰岛素水平在饥饿期间会降低，但在重新喂养时会迅速反弹【J Clin Invest. 1963;42:1031–1039】。这种转变是旧石器时代狩猎-采集生活方式生存的关键，需要胰岛功能的重大快速适应。在长时间(72小时)禁食的大鼠中，β细胞表现出显著的脱颗粒和体内胰岛素分泌减弱。相比之下，自噬-高尔基体和溶酶体细胞器上调，高尔基体扩张，(前)胰岛素生物合成能力增强。在重新喂养的4至6小时内，胰岛素原生物合成、细胞超微结构、体内胰岛素分泌和葡萄糖耐量均恢复，表明胰岛素分泌能力迅速补充【Endocrinology. 2018;159:895–906】。同样，在肥胖的非糖尿病个体中，14天禁食后血浆胰岛素浓度下降约40%(血浆胰高血糖素水平上升)，胰岛素敏感性下降50%；10天的再喂养使所有这些变化恢复至基线【J Clin Invest. 1978;62:204–213】。因此，β细胞可在长时间禁食期间防止低血糖，但仍保留在再喂养时有效增加胰岛素生成的潜力。在当今的生活方式下，空腹进食周期要短得多，但过渡阶段β细胞功能和胰岛素敏感性的协调调节是相同的。这是建议在碳水化合物负荷充足的情况下进行口服葡萄糖(或混合餐)耐受试验以防止虚假葡萄糖耐受不良的依据。
众所周知，如果摄入而不是输注葡萄糖，则在相同的葡萄糖水平下胰岛素分泌会更高【J Clin Invest. 1967;46:1954–1962】。肠上皮细胞响应营养摄入而释放的GIP和GLP1是胰岛素释放较高的主要原因，因此统称为肠促胰岛素。揭示和量化肠促胰岛素效应的经典试验是基于标准OGTT试验，以及同一受试者，通过受控静脉内葡萄糖输注(也称为等血糖葡萄糖输注/ isoglycemic glucose infusion)再现用OGTT法观察到的葡萄糖浓度的时间过程【Diabetes Obes Metab. 2018;20(suppl 1):5–21】。如图8所示，胰岛素分泌被葡萄糖进入的口服途径显著增强，从而导致β细胞剂量反应的斜率增加， 正如通过模型分析所估计的那样【Diabetologia. 2014;57:1199–1203】。在生理刺激期间GIP和GLP1在这种增强中的相对作用，这两种激素的相互关系，以及它们与胰岛(胰高血糖素、生长抑素、生长素释放肽)以及胰外组织(瘦素、奥伯他汀)分泌的大量其他激素的关系，形成了一个网状结构，其节点和联系在人体实验中很难解构。
GLP1和GIP与胰岛素和葡萄糖浓度同相释放；
当胃排空加速时(例如，在胃旁路手术之后【Diabetes. 2013;62:3709–3717】)，葡萄糖和胰岛素峰值都是预期的，并且如果仍与胰岛素同步，则GLP1水平高得多；
葡萄糖诱导的和肠促胰岛素诱导的胰岛素分泌增强-如通过模拟等血糖(isoglycemic)实验所解决的具有不同的时间进程和与葡萄糖耐量的关系【J Clin Invest. 1984;74:1318–1328】；
胰岛素分泌与胰岛素敏感性
β细胞功能的另一个重要方面是其与胰岛素敏感性的关系。在胰岛素抵抗状态下，需要在相同的葡萄糖水平下分泌更多的胰岛素来维持糖耐量。这种现象的证据可以追溯到胰岛素测定的婴儿期【J Clin Invest. 1962;41:2173–2181】。使用IVGTT进行了更系统的研究，因为该试验允许同时评估AIR(急性胰岛素反应)和胰岛素敏感性。AIR和胰岛素敏感性之间的相互关系可能反映了β细胞对受损胰岛素作用的适应，随着胰岛素敏感性下降，这种适应表现为分泌的急剧增加(图9)。通过对这些IVGTT数据拟合等边双曲线，已提出更合适的内在β细胞功能指数是胰岛素分泌和敏感性指数的乘积，或处置指数【Diabetes. 1993;42:1663–1672】。通常假定该范式适用于胰岛素分泌的其他指数，如从OGTT获得的指数【Diabetes. 2014;63:1203–1213】。然而，这仅是部分情况， 因为胰岛素敏感性的类似关系与餐后胰岛素输出(或空腹胰岛素分泌)存在，但与β细胞葡萄糖敏感性不存在【Diabetologia. 2004;47:943–956】。此外，在患有IGT的个体中，如图9所示，曲线发生位移，表明补偿减少，直到胰岛素敏感性下降到大约以下
IGT，葡萄糖耐量异常；NGT，糖耐量正常。
50 μmol.min-1.kgFFM.nM-1，此时AIR水平恢复正常，很可能是这些个体轻度高血糖的结果【Int J Obes Relat Metab Disord. 2000; 24(suppl 2):S29–S31；Diabetologia. 2010; 53: 749–756】。对这些相互关系的生理学解释是，胰岛素抵抗提高了β细胞功能的设定点，由此胰岛素分泌的绝对检测值(空腹、AIR和葡萄糖后)被慢性上调。然而，控制餐后血糖波动的分泌机制受这种适应形式的影响较小。这种现象的解剖学对应物是肥胖个体的β细胞质量扩张【Diabetes Care. 2013;36:111–117】，其中许多人的β细胞葡萄糖敏感性和葡萄糖耐量正常。
胰岛素分泌的遗传影响
即使在非常选定的临床表型中，β细胞分泌输出的个体间差异也很大(见表1)，这本身表明存在多种影响。全基因组扫描显示，150多种多态性与糖尿病或血糖特征有关，其中大多数都与胰岛素分泌缺陷有关【Genes (Basel). 2015;6:87–123】。即使在孟德尔随机分配研究中进行了试验【Cardiovasc Drugs Ther. 2016;30:51–57】，其中一些风险变体的效应大小也很小，它们仅解释了T2D总遗传力的一小部分。然而，一些有趣的机制信息正在出现。例如，TCF7L2(一种介导无翅/整合(Wnt)途径的转录因子)的遗传变异体【Annu Rev Cell Dev Biol. 2004;20:781–810】与肠促胰岛素诱导的胰岛素分泌受损有关【J Clin Invest. 2007;117:2155–2163】。其他基因变异体(GIPR、WFS1、KCNQ1)也已显示会影响GIP或GLP1介导的胰岛素分泌【Diabetologia. 2010;53:2289–2297】。未来，越来越多的敲除和敲除实验可能会增加这些关联的细胞和分子粒度。
关于胰岛素分泌模式的更多详细信息可在单基因形式的糖尿病中获得，尤其是在MODY中。在有多代糖尿病家族史的年轻非肥胖受试者(通常小于25岁)中，至少六种不同基因之一的突变(由常染色体显性模式遗传)会导致不同严重程度的高血糖。由于所有这些基因都在β细胞中表达，因此它们的突变会导致β细胞功能障碍。在MODY 2中，编码葡萄糖激酶的基因(GCK)的杂合私人突变导致部分酶缺乏和β细胞葡萄糖敏感性丧失，这可通过分级葡萄糖输注试验的剂量反应向右偏移得到证明【J Clin Invest. 1994;93:1120–1130.】。转录因子(肝核因子)HNF1α、HNF1β和HNF4α的共表达控制胚胎发育和成年期间的基因表达；在β细胞中，它们调节胰岛素基因和编码参与葡萄糖转运和代谢的蛋白质的基因的表达【Proc Natl Acad Sci U S A. 1997;94:13209–13214；J Biol Chem. 2000;275:35953–35959】。HNF 4α(MODY 1)或HNF1α (MODY 3)的突变也引起分级葡萄糖输注试验中β细胞葡萄糖敏感性的丧失【J Clin Invest. 1994;93:1120–1130】和迅速进展的高血糖症。另外，相关异常包括对精氨酸的胰岛素分泌反应不足和胰高血糖素释放减少，但不包括胰岛素抵抗【N Engl J Med. 2001;345:971–980】。在β细胞中表达的其他MODY相关基因(胰岛素启动子因子1[或MODY 4]、HNF 1β[或MODY 5]和神经源性分化1转录因子[β2，或MODY 6])的突变同样会引起与β细胞功能障碍相关的糖尿病。由于这些转录因子也在其他组织(肝和肾)中表达，因此这些突变产生了一种临床表型，其中胰岛功能障碍与其他异常相关，特别是微血管并发症。
胰岛素分泌、胰岛素作用和葡萄糖稳态
不同条件下进行的临床试验所获得的信息可以汇成一份简化的β细胞生理图(图10)。在大多数情况下，主要反馈是葡萄糖浓度和胰岛素分泌率之间的关系:胰岛素减少葡萄糖，葡萄糖增加胰岛素分泌。几个主要过程调节这种反馈。非葡萄糖底物(FFA和氨基酸)会增强胰岛素分泌；肠促胰岛素激素；以及在较小程度上的神经递质。胰岛素清除率(主要是肝清除率)将分泌率转换为循环胰岛素浓度；该步骤由肝降解能力的内在饱和和胰岛素抗性调节。血浆胰岛素通过促进组织葡萄糖摄取降低血糖；该步骤由胰岛素抵抗门控。血浆胰岛素还会抑制脂肪分解【Handb Exp Pharmacol. 2016;233:51–71】和蛋白质分解【J Clin Invest. 1987;80:1784–1793】，从而降低循环游离脂肪酸和氨基酸；这关闭了调节胰岛素分泌的次级反馈回路。内源性葡萄糖生成(由胰岛素抵抗增强)和饮食中的碳水化合物单独影响血糖水平，而当超过肾脏葡萄糖重吸收阈值时，糖尿会抑制血糖水平。该循环由葡萄糖对胰岛素分泌的刺激作用完成，胰岛素抵抗的慢性作用是提高β细胞设定点。
糖尿病和肥胖也可在该示意图中表示:胰岛素抵抗的存在和严重程度通过增加基线分泌活性和增加刺激信号(即葡萄糖、游离脂肪酸和氨基酸)来影响胰岛素分泌。遗传组成(和表观遗传修饰)、慢性高血糖症和其他获得性损伤会损害β细胞分泌动力学(葡萄糖敏感性和增强)，并通过表达风险基因变体损害胰岛结构和细胞表型；葡萄糖和脂肪毒性；并且很可能是胰岛素抵抗本身【Am J Physiol Endocrinol Metab. 2011;300:E255–E262；Front Horm Res. 2008;36:118–134；Diabetologia. 2015;58:2459–2468】。
一个重要的概念是通过OGTT数据的生理建模重建的葡萄糖不耐受不同阶段的绝对胰岛素释放和β细胞葡萄糖敏感性的相反行为(图11)。在空腹血糖受损和IGT的常规诊断类别中，胰岛素释放增加(以补偿胰岛素抵抗)，而β细胞葡萄糖敏感性已经显著降低，并在明显T2D的进行性高血糖中继续单调下降。例如，在空腹血糖受损的情况下，胰岛素输出增加15%，胰岛素敏感性(在胰岛素钳夹上)仅轻微受损，但葡萄糖敏感性降低30% (表2)【J Clin Endocrinol Metab. 2005;90:493–500】。与这些横断面数据一致的发现是，在常规风险因素(性别、年龄、体重指数、家族史等)影响之外的非糖尿病队列中，β细胞葡萄糖敏感性是事件T2D的强有力的负面预测因素。).在这些模型中，胰岛素输出通常表现为独立的阳性预测因子 (仅在长期严重高血糖的T2D病患者中降低)【Metabolism. 2014;63:1217–1227】。同样值得注意的是，模型衍生的增强因子可拾取肠促胰岛素缺陷，这种缺陷在T2D患者中一致观察到，在IGT个体中在较小程度上也一致观察到。因此，人类糖尿病的发病机制和自然史可以解释为胰岛素分泌生理学的概述。
Diabetes. 2011;60[12]:3141–3147
表2 NGT、IFG、IGT和T2D患者的胰岛素分泌参数
IFG，空腹血糖受损；IGT，糖耐量受损；NGT，正常葡萄糖耐量；T2D，2型糖尿病。
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